طراحى سیستم الایزا جهت سنجش پادتن تولید شده در خوکچه هندى ایمن شده با ویروس تب‌برفکى

نوع مقاله : مقاله کامل

نویسندگان

1 گروه زیست شناسی، واحد تهران شمال، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران

2 گروه میکروبیولوژی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات تهران، تهران، ایران

3 بخش پروتومیکس و بیوشیمی، مؤسسه تحقیقات واکسن و سرمسازی رازی، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی )تات(، کرج، ایران

چکیده

تب‌برفکی، بیماری عفونی و کشنده ویروسی است که موجب بیمار شدن حیوانات زوج سم می‌شود. در حال حاضر از روش‌ خنثی‌سازی سرم برای مطالعه این بیماری استفاده می‌شود، اما تست الایزا بر‌اساس انواع متمایز با پادگن‌های مختلف و پادتن اختصاصی در زمینه‌های مختلف مطالعه بیماری تب‌برفکی برتری دارد و ممکن است این روش در آینده نزدیک جایگزین روش‌های سنتی گردد. این مطالعه به منظور طراحی سیستم الایزا برای اندازه‌گیری پادتن تولید شده در خوکچه‌های هندی ایمن شده با ویروس تب‌برفکی انجام گرفت. ویروس تب‌برفکی تخلیص شده تهیه شد و محلول حاوی ویروس، پروتئین سنجی گردید. ایمن‌سازی پنج خوکچه‌ هندی جهت تهیه سرم مثبت انجام گرفت و سپس از آن‌ها جهت به دست آوردن سرم، خون‌گیری شد. آزمون ‌اکترلونی صورت گرفت و در نهایت اقدام به طراحی سیستم الایزا شد. غلظت پروتئین،‌ mlError! Bookmark not defined./ mg5/3 بدست آمد. با انجام تست اکترلونی، خطوط رسوبی میان سرم و پادگن ویروس تب‌برفکی تشکیل گردید. با استفاده از سیستم الایزای طراحی شده و با بهینه کردن شرایط، مقدار غلظت بهینه پادگن به میزان µg/well 1 و رقت مناسب سرمی به میزان 1:100 بدست آمد. در سیستم الایزا میزان انحراف معیار 35/0 و حد آستانه مقدار 03/1 تعریف شد، به طوری که نمونه‌های بالاتر از جذب نوری 03/1 نمونه‌های مثبت و نمونه‌های پائین‌تر از جذب نوری 03/1 نمونه‌های منفی بودند. آزمون الایزای طراحی شده می‌تواند برای سنجش پادتن تولید شده در خوکچه هندى ایمن شده با ویروس تب‌برفکى استفاده گردد که به‌ نوبه خود در درمان با به‌کارگیری روش‌های آزمایشگاهی کم هزینه و مناسب مؤثر است.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Designing an ELISA system to measure the antibody produced in guinea pigs immunized with FMD virus

نویسندگان [English]

  • M. Karimi 1
  • R. Madani 2 3
  • F. Golchinfar 3
  • T. Emami 3
  • P. Pakzad 1
1 Department of Biology, North Tehran Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran
2 Department of Microbiology, School of Specialized Science, Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran
3 Department of Microbiology, School of Specialized Science, Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran
چکیده [English]

Foot-and-mouth (FMD) disease is an infectious and fatal viral disease that affects cloven-hoofed animals. Although different biological and serological approaches are still applied to study this disease, ELISA test based on the distinct format, antigen type and specific antibody reinforce its predominance in different research areas of FMD, and this may replace the traditional methods in the near future. This study was conducted to design an ELISA system to measure the antibody produced in guinea pigs immunized with FMD virus. The purified FMD virus was obtained and then protein concentration of FMD solution was measured. Immunization of 5 guinea pigs was done and then blood sample was taken for obtaining serum. Ouchterlony test was used and finally the ELISA system was designed. Protein concentration was 3.5 mg/ml. By conducting ouchterlony test, the sediment lines between the serum and the antigen of the FMD virus were formed. Using ELISA and optimizing the conditions, the optimal concentration of antigen was 1 μg/well and a serum dilution of 1: 100 was achieved. In the ELISA system, the standard deviation was 0.35 and the cutoff value was 1.03, So that, the samples above absorbance of 1.03 are positive and the samples less than absorbance of 1.03 are negative. The in house ELISA can be used to measure the antibody produced in guinea pigs immunized with FMD virus, which can using for suitable and cost effective laboratory diagnostic tests.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Foot-and-mouth disease
  • ELISA
  • guinea pigs
  • Ouchterlony

مراجع

1.Abu Elzein, E. M. and J. R. Crowther. 1981. Detection and quantification of IgM, IgA, IgG1 and IgG2 antibodies against foot-and-mouth disease virus from bovine sera using an enzyme-linked immunosorbent assay. J Hyg 86(1): 79-85.
2.Alizadeh, H., R. Madani, M. Babaie, N. Kavid, F. Golchinfar, and T. Emami. 2012. Preparation and purification of polyclonal antibodies against Mycobacterium avium paratuberculosis antigens in rabbit. J Fasa Univ Med Sci 2(3):168-173.
3.Babaie, M., H. Zolfagharian, S. Jamili, and M. Zolfaghari. 2019. Biochemical, Hematological effects and complications of Pseudosynanceia melanostigma envenoming. J Pharmacopuncture 22(3): 7-11.
4.Bari, F.D., S. Parida, T. Tekleghiorghis, A. Dekker, A. Sangula, R. Reeve and et al. 2014. Genetic and antigenic characterisation of serotype A FMD viruses from East Africa to select new vaccine strains. Vaccine 32(44): 5794-5800.
5.Barnett, P. V. and S. J. Cox. 1999. The role of small ruminants in the epidemiology and transmission of foot-and-mouth disease. Vet J 158: 6-13.
6.Brito, B., S. J. Pauszek, M. Stenfeldt, C. Eschbaumer, H. C. de Carvalho Ferreira, L. T. Vu and et al. 2017. Phylodynamics of Foot-and-mouth disease virus O/PanAsia in Vietnam 2010-2014. Vet Res 48(1): 24-36.
7.Carrillo, C., Z. Lu, M. V. Borca, A. Vagnozzi,  G. F. Kutish and D. L. Rock. 2007. Genetic and phenotypic variation of Foot-and-mouth disease Virus during serial passages in a natural host. J Virol 81(20): 11341-11351.
8.Di Giacomo, S., B. P. Brito, A. M. Perez, D. Bucafusco, J. Pega, L. Rodríguez and et al. 2015. Heterogeneity in the antibody response to Foot-and-mouth disease primo-vaccinated calves. Transbound Emerg Dis 62(3): 280-287. 
9.Doel, T. R., L. Williams and P. V. Barnett. 1994. Emergency vaccination against foot-and-mouth disease: rate of development of immunity and its implications for the carrier state. Vaccine 12(7): 592-600.
10.Feng, X., J. W. Ma, S. Q. Sun, H. C. Guo, Y. M. Yang, Y. Jin and et al. 2016. Quantitative detection of the Foot-and-mouth disease virus serotype O 146S antigen for vaccine production using a double-antibody sandwich ELISA and nonlinear standard curves. PLoS One 11(3): 1-9. 
11.Gao, Y., S. Sun and H. Guo. 2016. Biological function of Foot-and-mouth disease virus non-structural proteins and non-coding elements. Virology J 13: 107-117.
12.Hornbeck, P. 2017. Double-immunodiffusion assay for detecting specific antibodies (ouchterlony). Curr Protoc Immunol. 116: 1-8.
13.Hughes, G. J., V. Mioulet, R. P. Kitching, M. E. Woolhouse, A. I. Alexanderson. 2002. Foot-and-mouth disease virus infection of sheep: implications for diagnosis and control. Vet Rec 150: 724-727.
14.Jamal, S. M., G. J. Belsham. 2018. Molecular epidemiology, evolution and phylogeny of foot-and-mouth disease virus. Infect Genet Evol 59: 84-98.
15.Jin, M., G. Wang, R. Zhang, S. Zhao, H. Li, Y. Tan and et al. 2004. Development of enzyme-linked immunosorbent assay with nucleoprotein as antigen for detection of antibodies to avian influenza virus. Avian Dis 48(4): 870-878.
16.Kitching, R. P. 1998. A recent history of Foot-and-mouth disease. J Comp Pathol 118: 89-108.
17.Kitching, R. P., N. J. Knowles, A. R. Samuel, A. I. Donaldson. 1989. Development of Foot-and-mouth disease virus strain characterisiation-a review. Trop Anim Health Prod 21: 153-166.
18.Knight-Jonesa, T. J. D. and J. Rushton. 2013. The economic impacts of foot and mouth disease- What are they, how big are they and where do they occur? Prev Vet Med 112(3-4): 161-173.
19.Li, G., W. Chen, W. Yan, K. Zhao, M. Liu, J. Zhang and et al. 2004. Comparison of immune responses against Foot-and-mouth disease virus induced by fusion proteins using the swine IgG heavy chain constant region or beta-galactosidase as a carrier of immunogenic epitopes. Virol 328(2): 274-281.
20.Li-na, M., J. Zhang, H. Chen, J. Zhou, Y. Ding and Y. Liu. 2011. An overview on ELISA techniques for FMD. Virol J. 8: 419-510.
21.Lloyd-Jones, K., M. Mahapatra, S. Upadhyaya, D. J. Paton, A. Babu, G. Hutchings and et al. 2017. Genetic and antigenic characterization of serotype O FMD viruses from East Africa for the selection of suitable vaccine strain. Vaccine 35(49): 6842-6849.
22.Longjam, N., R. Deb, A. K. Sarmah, T. Tayo, V. B. Awachat, V. K. Saxena. 2011. A brief review on diagnosis of Foot-and-mouth disease of livestock: Conventional to molecular tools. Vet Med Int 2011: 1-8.
23.Paton, D. J., K. J. Sumption and B. Charleston. 2009. Options for control of Foot-and-mouth disease: knowledge, capability and policy. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 364(1530): 2657-2667.
24.Rodríguez-Calvo, T., F. Díaz-San Segundo, M. Sanz-Ramos, N. Sevilla. 2011. A replication analysis of Foot-and-mouth disease virus in swine lymphoid tissue might indicate a putative carrier stage in pigs. Vet Res 42(1): 22-31.
25.Salt, J. S. 1993. The carrier state in foot and mouth disease-an immunological review. Br Vet J 149(3): 207-223.
26.Tukuda, G. and R. E. Warrington. 1970. Detection of foot and mouth disease virus antibodies. American Soc Microbiol 8: 35-39.
27.Van Bekkum, J. G., H. S. Frenkel, H. H. J. Ferederisk and S. Frenkel. 1959. Observation on the carrier state of cattle exposed to Foot-and-mouth disease virus. Bulletin de Office international des Epizooties 51: 917-922.
تحقیقات دامپزشکی و فرآورده‌های بیولوژیک
دوره 34، شماره 3
مهر 1400
صفحه 13-21

فایل ها

سابقه مقاله

  • تاریخ دریافت: 09 دی 1398
  • تاریخ بازنگری: 31 فروردین 1399
  • تاریخ پذیرش: 02 اردیبهشت 1399

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار